La déformation mécanique des dispositifs médicaux en élastomère peut permettre la colonisation microbienne de la surface

Rapports scientifiques volume 13, Numéro d'article : 7691 (2023) Citer cet article

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Les élastomères tels que le silicone sont courants dans les dispositifs médicaux (cathéters, implants prothétiques, endoscopes), mais ils restent sujets à la colonisation microbienne et aux infections du biofilm. Pour la première fois, nos travaux montrent que les taux d'attachement de surface microbienne au silicone polydiméthylsiloxane (PDMS) peuvent être significativement affectés par la déformation mécanique. Pour une section de tube de cathéter commercial courbé, les bactéries (P. aeruginosa) montrent une forte préférence pour le côté «convexe» par rapport au côté «concave», par un facteur de 4,2. Des tests supplémentaires sur les matériaux PDMS coulés en flexion n'ont montré une différence significative que pour les échantillons préalablement essuyés manuellement (endommagés) (1,75 × 104 et 6,02 × 103 cellules/mm2 sur les côtés convexe et concave, respectivement). Nous démontrons que les microfissures de surface dans les élastomères sont ouvertes sous contrainte de traction (flexion convexe) pour devenir « activées » en tant que sites de colonisation microbienne. Ce travail démontre que la limite élastique élevée des élastomères permet à ces microfissures de s'ouvrir et de se refermer de manière réversible, comme des « défauts dynamiques ». Les cathéters commerciaux ont une rugosité de surface relativement élevée inhérente à la fabrication, mais nous montrons que même l'essuyage manuel du PDMS nouvellement coulé est suffisant pour générer des microfissures de surface. Nous considérons l'implication pour les dispositifs médicaux qui présentent une déformation soutenue, chirurgicale ou cyclique, dans laquelle des conditions de traction localisées peuvent exposer ces défauts de surface à des microbes opportunistes. En conséquence, notre travail présente de sérieux problèmes potentiels dans l'utilisation généralisée et le développement des élastomères dans les dispositifs médicaux.

Les élastomères tels que les silicones, les polyuréthanes et le chlorure de polyvinyle (PVC) ont été utilisés pour la première fois dans les dispositifs médicaux dans les années 1950 et sont maintenant largement utilisés. Les exemples incluent les cathéters urinaires en polydiméthylsiloxane (PDMS), les cathéters PICC en polyuréthane, les gaines d'endoscope et une large gamme de produits de chirurgie plastique reconstructive, tels que les prothèses mammaires ou faciales en silicone1,2. Récemment, les silicones ont servi de base à une nouvelle génération de cœurs artificiels et de valves cardiaques prothétiques, car les silicones ont une faible thrombogénicité, une bonne stabilité chimique et une fabricabilité polyvalente3. Outre les dispositifs implantés, les élastomères sont courants dans les dispositifs médicaux extracorporels tels que les pompes et les tubulures des systèmes de dialyse.

Malgré leur utilisation généralisée, la colonisation microbienne des dispositifs en élastomère et le développement ultérieur d'infections à base de biofilm restent un problème persistant à la fois pour les dispositifs implantés et réutilisables. Les infections associées aux appareils sont responsables de 50 à 70 % des près de 2 millions d'infections nosocomiales (IAS) aux États-Unis4,5. Les IASS augmentent considérablement les risques pour la santé, la durée des séjours à l'hôpital des patients et les coûts de traitement. La majorité des infections associées aux dispositifs sont le résultat d'une colonisation bactérienne sur les cathéters, y compris les infections de la circulation sanguine associées au cathéter (CLABSI), les infections des voies urinaires associées aux cathéters (CAUTI) et la pneumonie associée au ventilateur (PAV)6,7. Sur plus de 5 millions de cathéters centraux insérés chaque année aux États-Unis, 3 à 5 % de ces patients souffraient de CLABSI, ce qui augmentait considérablement les coûts de traitement8. Une récente analyse comparative des patients nécessitant un cathétérisme intraveineux a montré que l'infection entraînait en moyenne 2 jours d'hospitalisation supplémentaires9.

Les infections associées au dispositif commencent par la colonisation initiale de la surface par des agents pathogènes microbiens et le développement ultérieur en un biofilm10,11,12. Les cellules d'un biofilm produisent des substances polymères extracellulaires qui les protègent des désinfectants, des antibiotiques et des mécanismes de défense de l'hôte. Par conséquent, les biofilms sont persistants et difficiles à éradiquer5,13,14,15,16,17,18,19. Diverses bactéries gram-positives (Enterococcus faecalis, Staphylococcus aureus, S. epidermidis), bactéries gram-négatives (Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Proteus mirabilis, Pseudomonas aeruginosa) et champignons (Candida albicans) sont couramment isolés des dispositifs médicaux explantés12. Ces agents pathogènes sont connus pour développer une multirésistance aux médicaments et une fois qu'ils forment des biofilms, l'utilisation d'antibiotiques systémiques à large spectre est souvent inefficace. En cas d'infection, le retrait et le remplacement du dispositif sont souvent une nécessité, ce qui peut être une option très traumatisante et médicalement risquée avec une forte probabilité de réinfection12.

Les facteurs matériels qui déterminent quand et où ces colonies bactériennes se fixent initialement sur les dispositifs ne sont pas bien compris. Certes, il existe des risques connus (probabilités) d'événements de contamination, tels que les cathéters veineux centraux (CVC) captant la flore de la peau lors de l'insertion ou les agents pathogènes à diffusion hématogène colonisant les surfaces des implants (dans la «course à la surface»)20,21. Cependant, les événements infectieux associés au dispositif restent difficiles à prévoir.

Ainsi, nous visons à mieux comprendre les étapes initiales de la colonisation microbienne de surface. Dans ce travail, nous découvrons un mécanisme entièrement nouveau de colonisation microbienne associé aux défauts de surface et à la déformation mécanique des biomatériaux élastomères.

Nous commençons par une observation préliminaire selon laquelle la déformation en flexion des dispositifs en élastomère influence la colonisation bactérienne. Des sections d'un cathéter de Foley en silicone commercial (Rusch OD 4,7 mm, 5 ml) (Fig. 1a) ont été coupées et exposées à une culture de P. aeruginosa (PAO1) dans les puits d'une plaque standard à 6 puits (Fig. 1b). Les sections de cathéter étaient soit maintenues droites (non courbées), soit coupées légèrement en longueur, pour les faire plier à l'intérieur des puits (déplacement médian de 4 mm et rayon de courbure de 1,9 cm). Les échantillons (n = 5) ont été suspendus au milieu des puits, de sorte que les cellules avaient libre accès à toutes les surfaces. Après 4 h (25 ° C), les échantillons ont été fixés avec du glutaraldéhyde (GDA) et du Tween-20 et colorés avec du vert Sytox (30 min).

La déformation en flexion des dispositifs en élastomère influence la colonisation bactérienne. (a) Cathéter urinaire de Foley en silicone commercial (Rusch, OD 4,7 mm, 5 mL); (b) Culture de P. aeruginosa (25 ° C, culture statique, milieu LB) avec des sections de cathéter dans un état droit (non plié) ou plié ; ( c ) Images de microscopie à fluorescence représentatives de P. aeruginosa (colorées au Sytox) sur les surfaces externes convexes et concaves du tube de cathéter, après 4 h de croissance, montrant une croissance significativement plus élevée du côté convexe.

En imagerie par fluorescence (Fig. 1c), les sections courbées du tube de cathéter ont montré une densité de cellules significativement plus élevée du côté convexe (traction) (2,11 ± 0,19 × 104 cellules/mm2), par rapport au côté concave (compression) (4,94 ± 0,3 × 103 cellules/mm2) d'un facteur d'environ 4,2. Les échantillons non pliés ont montré une densité cellulaire uniforme partout (1,35 ± 0,47 × 104 et 1,39 ± 0,48 × 104 cellules/mm2 sur les côtés A et B, respectivement).

La question est pourquoi les bactéries sont 4 fois plus susceptibles de coloniser la surface convexe de ces cathéters courbés ? Une corrélation entre l'attachement de surface bactérienne et la flexion mécanique n'a pas été rapportée auparavant. De nombreux facteurs de surface affectent les taux d'attachement microbien à la surface, notamment les propriétés des matériaux (chimie de surface, charge, rugosité et hydrophobicité)22,23,24,25 et le cisaillement hydrodynamique26. Cependant, dans notre cas, les deux côtés du tube ont des propriétés matérielles identiques. Il a également été rapporté que les bactéries peuvent détecter le stress mécanique27. Dans notre cas, les cellules colonisent ces surfaces tendues ou comprimées après que le tube est plié, et donc les cellules elles-mêmes ne subissent pas de contrainte. Si nous considérons les effets de la courbure structurelle, nous pouvons noter que le rayon de courbure (50 mm) est d'un ordre de grandeur supérieur à la taille de la cellule, il est donc peu probable que les cellules « remarquent » des différences de courbure locales.

Nous suggérons que le facteur le plus pertinent expliquant les résultats de la figure 1 est dû aux changements de la rugosité de surface locale (Ra) et de la topographie en flexion élastique. En général, il est bien connu que l'augmentation de la rugosité de surface à l'échelle nanométrique et microscopique entraîne une augmentation des taux de colonisation microbienne, pour une large gamme de matériaux et de microbes25,28,29,30,31,32,33,34,35. Par exemple, le taux d'adhérence de P. aeruginosa sur une surface d'acier inoxydable rugueux (Ra = 0,9 µm) peut être 102 fois plus élevé par rapport à un acier électropoli (Ra = 0,1 µm)36. Auparavant, nous avons également montré une réduction d'environ 1 log UFC cm−2 de P. aeruginosa sur l'acier inoxydable fini miroir (Ra = 0,09 µm) par rapport à la rugosité standard (Ra = 0,18 µm)37. De nombreuses études ont noté une forte fixation préférentielle et un alignement sur les défauts de surface topographiques tels que les rainures ou les rayures pour diverses souches bactériennes38,39,40,41,42. Bien que la forte préférence pour l'alignement microbien sur les défauts de surface ne soit pas bien comprise, il semble que les défauts augmentent la surface de contact cellulaire, protègent les cellules des forces de cisaillement et améliorent considérablement le potentiel de liaison et l'adhérence de surface. La recherche montre que les sites d'adhésion initiaux sur les substrats rugueux se produisent dans les piqûres, les fissures et les sites de défauts45,46. Des études en AFM à sonde bactérienne ont également montré que les forces de rétention sont plus élevées pour les bactéries fixées dans les sites de défauts sur des substrats plus rugueux par rapport aux témoins lisses43.

Les cathéters en élastomère et les dispositifs médicaux formés par extrusion et moulage par injection ont généralement une rugosité de surface moyenne (Ra) comprise entre 50 et 500 nm47, avec des défauts de surface sous la forme de rainures ou de stries formées par des conditions d'extrusion courantes47,48,49. Baldasari et al. en 1994 ont été parmi les premiers à souligner que les défauts de surface (rainures, rayures) sont des sites préférentiels de colonisation bactérienne des dispositifs médicaux50. A titre d'exemple, Buijsssen et al. ont constaté qu'une plus faible rugosité du silicone réduisait à la fois les taux d'encrassement par les bactéries et les levures49.

Ici, nous suggérons que même lorsque les élastomères de silicone présentent une faible rugosité de surface (Ra < 0,5 µm) et apparaissent ostensiblement lisses à l'œil (réflectance de surface élevée), des microfissures «dynamiques» sont présentes, qui sont mécaniquement ouvertes et fermées en flexion élastique. Spécifiquement, une certaine population de microfissures peut être ouverte (exposée) ou fermée, sur les côtés convexes (traction) et concave (compression) des élastomères courbés, mais autrement rester efficacement cachée à la vue lorsqu'elle n'est pas déformée. Ce mécanisme est activé par les très grandes déformations élastiques réversibles qui sont caractéristiques des matériaux élastomères et leur capacité à se « refermer » efficacement. Ce mécanisme peut avoir des implications importantes pour mieux comprendre l'infection associée au dispositif pour une large gamme de dispositifs médicaux en élastomère largement utilisés (cathéters, valves cardiaques, prothèses). Dans ce travail, nous démontrons ce mécanisme de défaut « dynamique » associé à la déformation pour le silicone PDMS, à la fois pour les conditions nouvellement moulées (non endommagées) et endommagées.

Nous avons testé la fixation de cellules de P. aeruginosa sur des sections du cathéter PDMS commercial (Fig. 1a) et du PDMS coulé, durci dans des boîtes de Pétri plates (Sylgard 184, Dow Corning). La rugosité moyenne inhérente (Ra) du cathéter et du PDMS coulé s'est avérée être de 1,78 ± 0,3 et 0,1 ± 0,02 µm, respectivement. Nous avons exposé le cathéter et coulé des échantillons de PDMS (0,5 × 0,5 × 5 cm (HxLxL)) à une légère abrasion de surface pour induire des dommages de surface, en essuyant à plusieurs reprises avec du tissu de laboratoire (Kim-Wipe, Kimberly Clark, 50 lingettes unidirectionnelles). En conséquence, les échantillons ont été classés comme « nouveaux » ou « essuyés ». Tous les échantillons ont été rincés à l'eau déminéralisée, stérilisés à l'éthanol (70 %), puis placés dans des plaques à 6 puits et pliés avec une déviation médiane de 4 mm (correspondant à une déformation de 3 %), tandis que les échantillons témoins ont été coupés légèrement plus court pour rester dans un état droit et non plié (Fig. 1b). P. aeruginosa (PAO1) inoculé dans un milieu de croissance LBNS (5 mL, 1 % PAO1) a ensuite été ajouté à chaque plaque de puits et incubé à température ambiante (25 °C).

La figure 2a, b montre le nombre moyen de cellules à partir de l'analyse d'images de fluorescence (cellSens, Olympus BX63) pour les échantillons de cathéter et de PDMS coulé, avec des images pour le PDMS coulé sur la figure 2c. Les échantillons de cathéter PDMS ont montré une densité cellulaire significativement plus élevée sur le côté convexe de la flexion dans les conditions « nouveau » et « essuyé », par rapport aux échantillons non pliés, ou côté concave. Pour le PDMS coulé, il n'y avait aucun effet mesurable de la flexion sur la densité cellulaire pour les nouveaux échantillons (non endommagés). Cependant, pour les échantillons essuyés de PDMS coulé, les cellules bactériennes ont de nouveau montré une préférence pour le côté convexe ; 1,75 × 104 cellules/mm2 (convexe) et 6,02 × 103 cellules/mm2 (concave), soit un rapport de 2,9. Pour le cathéter et le PDMS coulé, les échantillons essuyés ont montré des densités cellulaires significativement plus élevées par rapport aux nouveaux échantillons (non essuyés).

( a, b ) Colonisation bactérienne des surfaces du cathéter et du PDMS. P. aeruginosa (PA01, 25 ° C pendant 4 h) compte par analyse d'image de fluorescence sur les surfaces non pliées, convexes et concaves du tube de cathéter et du PDMS coulé, pour les échantillons «nouveaux» et «essuyés» montrant une fixation statistiquement plus élevée sur les surfaces de traction de silicone endommagé (essuyé) mais pas sur les «nouveaux» échantillons ; ( c ) Imagerie BF et fluorescence des surfaces PDMS moulées neuves et essuyées pour les échantillons non pliés, convexes et concaves. L'essuyage induit des microfissures sur la surface, ce qui entraîne une augmentation de la fixation bactérienne ; ( d ) Schéma de l'ouverture induite par la déformation des microfissures de surface dynamiques qui permettent la colonisation bactérienne. Ceux-ci sont ouverts et exposés lors de la flexion en traction, mais restent effectivement cachés (fermés) dans les états non pliés et comprimés.

Les résultats de la Fig. 2 mettent en évidence que le nouveau PDMS coulé est « immunisé » contre cet effet de déformation en traction dans les taux croissants de colonisation bactérienne de la surface, et qu'un certain degré de dommage de surface est nécessaire pour que cet effet se produise. Dans ce cas, l'essuyage de la surface était suffisant pour générer des défauts, sous la forme de rayures, de rainures ou de fissures à l'échelle microscopique (comme on le voit sur les images en fond clair de la Fig. 2c). Nous proposons qu'une population de ces microfissures de surface, à l'échelle des cellules microbiennes, ne soit exposée et «visible» aux cellules que lors de la déformation en traction (Fig. 2d). La compression des échantillons (côté concave) semble généralement fermer ces microfissures et les rendre effectivement invisibles aux bactéries en tant que sites de fixation. Fait intéressant, le cathéter commercial PDMS a une rugosité de surface suffisante, en raison de la fabrication par extrusion, pour provoquer cette colonisation induite par la déformation à la fois pour les échantillons nouveaux et essuyés (Figs. 1, 2). Le PDMS nouvellement coulé a une rugosité de surface très faible, mais les procédures de manipulation et de nettoyage de base (telles que l'essuyage) ont suffi à induire des dommages de surface suffisants pour permettre l'effet d'ouverture de fissure induite par la déformation.

Pour évaluer l'effet de l'essuyage sur les dispositifs en élastomère, nous avons analysé la topographie de surface et mesuré la rugosité moyenne (Ra) avec la profilométrie optique (Contour GT-3D, Bruker). Les profils de surface 3D du PDMS coulé (Fig. 3a) ont montré que l'essuyage de surface augmente les dommages de surface par rapport au nouveau PDMS. De plus, les défauts de surface ont généralement "disparu" efficacement en compression (flexion concave), alors qu'ils ont augmenté à la fois en largeur et en profondeur en tension (convexe). La rugosité moyenne (Ra) du PDMS essuyé est passée de 0, 75 ± 0, 04 μm (non plié) à 0, 20 ± 0, 02 μm en compression et a augmenté à 1, 1 ± 0, 1 μm en tension (Fig. 3c). La profondeur des `` fissures ouvertes '' (Fig. 3b) correspond étroitement aux tailles de cellules bactériennes typiques, telles que P. aeruginosa (0, 5 μm de large et 2 à 3 μm de long) comme on le voit dans les profils de surface 2D pour le PDMS essuyé (Fig. 3b) où la profondeur a atteint des valeurs de 3 μm à une largeur moyenne de 5 μm. Après une culture d'une nuit (12 h) de P. aeruginosa sur du PDMS nouvellement coulé et essuyé, il y a eu une augmentation logarithmique de la densité cellulaire de 1 à 1, 5 sur l'échantillon essuyé par rapport au contrôle lisse (Fig. 3d, e). Les travaux de Kargar et al. est cohérent avec ces résultats, qui ont montré une augmentation significative de la densité cellulaire si l'espacement des défauts est plus large que la largeur des cellules. Cela indique en outre le rôle des défauts topographiques de surface dans la fourniture de sites d'attachement préférentiels, entraînant une augmentation de la densité cellulaire et du développement de biofilm. L'effet des cycles d'essuyage sur le PDMS coulé est exploré plus en détail dans la Fig. S1 supplémentaire. En essuyant la surface du PDMS coulé entre 1 et 100 fois, la rugosité du PDMS coulé est passée d'une valeur de 0,1 à 1,25 μm, respectivement. Parallèlement, l'augmentation des cycles d'essuyage a montré une augmentation de l'attachement global de PAO1 au PDMS (incubation de 2 h de PAO1 à 1 % dans du LBNS), soulignant la sensibilité des matériaux élastomères aux dommages de surface, même lorsqu'ils sont générés par un contact d'essuyage à court terme avec un tissu.

Topographie de surface et fixation bactérienne de PDMS neufs et essuyés exposés à la flexion. ( a ) Images de profilomètre optique tridimensionnelles (3D) montrant la topographie de surface pour les échantillons non pliés, convexes et concaves de nouvelles sections (rangée supérieure) et essuyées (rangée inférieure) de PDMS coulé ; (b) Profils de surface représentatifs pour le PDMS « essuyé » ; ( c ) Rugosité moyenne, Ra, pour le PDMS essuyé; ( d ) Imagerie par microscopie à fluorescence et ( e ) numération cellulaire associée (CFU / cm2) pour les surfaces PDMS nouvelles et essuyées (barre d'échelle = 25 μm).

Généralement, les défauts de surface à l'échelle microscopique n'ont pas été bien étudiés ou caractérisés pour les biomatériaux élastomères, et cette nature transitoire des défauts et leur dépendance aux déformations mécaniques dynamiques n'ont jamais été signalées auparavant. Des études visant à comprendre les infections des dispositifs ont noté une colonisation bactérienne sur les dispositifs en élastomère explantés tels que les cathéters et les endoscopes sur et autour des défauts de surface, bien que ces défauts ne soient pas analysés en termes de profondeur ou de taille50,52,53,54,55,56. Le plus pertinent pour ce travail est celui de Santos et al. qui ont induit des dommages aux canaux de travail de l'endoscope par des passages séquentiels de forceps et ont conclu que ces dommages augmentaient la colonisation bactérienne en raison d'une augmentation de la rugosité moyenne (Ra)56. La dépendance à la taille des régions endommagées et la sensibilité des régions de traction des dispositifs médicaux déformés à la colonisation microbienne n'ont pas été identifiées auparavant.

Pour tester davantage la sensibilité des élastomères aux dommages de surface, nous avons testé la génération de fissures de surface à motifs dans le PDMS en utilisant une force de compression systématique et contrôlée (EVG 520 Hot Embosser semi-automatisé). Une feuille de polystyrène à motifs d'une topographie de rainure en «dents de scie» (FLEXcon, États-Unis; pas de 30 µm) a été pressée contre du PDMS coulé (Fig. 4a). À une force suffisante (17 kN sur une zone de 5 cm2), l'imagerie par profilométrie optique (Fig. 4b) du PDMS «en relief» montre un motif clair de microfissures parallèles, avec une profondeur maximale de 5, 5 μm et une profondeur moyenne de 1, 4 μm. Il est intéressant de noter qu'après le gaufrage, le PDMS apparaît encore macroscopiquement en bon état (réflectance lumineuse élevée, Fig. 4a). Lorsqu'elles ont été cultivées avec P. aeruginosa (PAO1) (2 h, 25 ° C), les cellules ont montré un attachement préférentiel très net à ces sites de défauts de microfissures parallèles (Fig. 4c). L'imagerie SEM (Fig. 4d) du PDMS a également mis en évidence le degré étonnamment élevé d'alignement des cellules avec ces microfissures de surface à motifs. De nombreuses cellules semblent également être partiellement piégées dans ces fissures refermées.

( a ) Génération de microfissures à motifs par «presse en relief» une topographie en dents de scie (pas de 30 µm) contre un nouveau PDMS coulé. L'échantillon gaufré semble intact à l'œil (réflexion de la lumière). ( b ) Image de profilométrie optique bidimensionnelle (2D) du PDMS en relief en dents de scie montrant des microfissures à motifs parallèles d'environ 4 à 5 μm de profondeur. ( c, d ) Images de fluorescence et SEM de l'attachement de P. aeruginosa (PA01) sur les échantillons de PDMS en relief, montrant un attachement hautement préférentiel le long des microfissures à motifs, après 2 h de culture (25 ° C).

Notre travail soulève deux problèmes inattendus concernant la colonisation microbienne des biomatériaux élastomères. La première est que les élastomères tels que les silicones peuvent développer des dommages de surface, sous la forme de rayures et de rainures à l'échelle microscopique, même par un contact relativement doux tel qu'un essuyage ou une compression de surface localisée, qui agissent comme des sites de fixation préférentiels pour les microbes. La seconde, la plus importante, est qu'une partie importante de ces défauts sont ouverts et fermés de manière réversible par des déformations de flexion, ce qui les rend «dynamiques» car ils ne deviennent disponibles et actifs que dans des conditions de traction locales.

Sur le plan clinique, ces travaux soulèvent des questions sur les procédures de manipulation chirurgicale des dispositifs médicaux en élastomère, telles que l'essuyage, le pincement et la flexion, qui peuvent survenir en chirurgie ou en désinfection (endoscopes), qui peuvent introduire des microfissures de surface. Nos travaux montrent que l'essuyage ou le pressage peuvent introduire des états de contrainte de traction très localisés, et suffisants pour provoquer des fractures ou des déchirures locales. La fabrication de dispositifs commerciaux elle-même semble déjà générer de tels défauts de surface (comme le montrent nos résultats pour un cathéter commercial). Les normes relatives à la rugosité de surface et à la population de défauts des dispositifs médicaux ne sont pas bien définies. Les cathéters sont soumis à l'approbation et à l'acceptation en vertu de la réglementation ISO (ISO 10993, par exemple), dans laquelle la seule exigence est que les défauts ne soient pas visibles à l'œil nu ou à un grossissement de 2,5 ×, de sorte que les défauts à l'échelle microscopique peuvent facilement être manqués57,58.

Les rainures de surface et les microfissures attirent fortement la fixation bactérienne initiale (comme le montre la figure 4c), en tant que première étape du développement de la colonie de biofilm et de l'infection associée au dispositif, car elles fournissent un environnement protégé contre le cisaillement. Les défauts de surface augmentent l'affinité de liaison par une augmentation des forces de rétention et d'attachement des cellules aux surfaces43,45. Il existe également des preuves que cet attachement peut être influencé par des appendices extracellulaires (flagelles et pilli) pour aider à ancrer la cellule planctonique59,60,61. En général, les régions à motifs de même hauteur ou plus courtes que la longueur d'un flagelle sont sensibles à cet ancrage, qui peut être compris entre 5 et 20 μm34,62. Dans ce cas, le flagelle de l'espèce (un flagelle polaire singulier pour PAO1 d'environ 5 μm63) pouvait facilement accéder aux régions endommagées, qui mesuraient environ 5 μm de large et 3 à 5 μm de profondeur. Lorsqu'elle est ancrée dans ces sites de défauts, la restriction supplémentaire à la rotation et au mouvement des flagelles peut produire un signal mécanique, qui peut constituer un autre exemple de mécanodétection bactérienne.

Notre travail suggère que ces défauts dynamiques peuvent rester effectivement cachés ou invisibles (littéralement, Fig. 4a) pour un dispositif dans un état non déformé, mais s'ouvrir sous tension, pour permettre la colonisation microbienne. Ainsi, les zones de déformation en traction deviennent des sites préférentiels pour l'initiation du biofilm. Ce mécanisme de défauts de surface dynamiques et contrôlés par déformation permettant l'initiation de la colonisation microbienne n'a pas été rapporté auparavant. Il apparaît que ces microfissures sont capables de se refermer une fois relâchées. Le mécanisme d'ouverture et de fermeture réversible des microfissures est dû aux propriétés mécaniques particulières des élastomères pour permettre des déformations extrêmement élevées et réversibles sans rupture ; les exemples incluent le polyuréthane (50–100 %) et les silicones (100–160 %)64,65. En comparaison, la déformation maximale typique (limite élastique) pour les thermoplastiques ou les métaux est nettement inférieure; par exemple, le polyéthylène haute densité (PEHD) ne représente que 3 %, les alliages de Ti 1,2 à 1,5 % et l'acier inoxydable 316L 0,1 à 0,3 %. Comme la déformation plastique est initiée au-delà de la limite élastique, les fissures de surface ne peuvent pas s'ouvrir et se fermer de manière réversible, comme elles le feraient pour les élastomères.

Nous suggérons qu'une large gamme de dispositifs médicaux en élastomère peut être sensible à la colonisation microbienne dans les zones de déformation en traction, au-delà des simples tubes de cathéter. Par exemple, des microfissures ouvertes peuvent efficacement « transporter » des microbes dans le corps pendant l'insertion chirurgicale, protéger les microbes de la désinfection ou fournir des sites actifs temporaires pour une colonisation opportuniste dans une déformation cyclique.

Nous avons examiné comment la déformation des dispositifs médicaux peut être classée en termes de déformation mécanique et inclus des exemples dans chaque catégorie (Fig. 5). Ce sont des appareils avec; (i) déformation soutenue (le dispositif reste déformé pendant son utilisation) ; (ii) déformation chirurgicale (le dispositif est déformé lors de l'insertion chirurgicale) ; et (iii) déformation cyclique (déformation périodique). De nombreux appareils peuvent subir des combinaisons de ces effets.

Dispositifs implantés qui présentent une déformation soutenue ; tels que les cathéters CVC, en flexion7,20,21, et les cathéters urinaires (gonflage par ballonnet)69,70. Dispositifs médicaux qui se déforment lors de l'implantation chirurgicale, tels que les prothèses mammaires en silicone71,72, les endoscopes et les bronchoscopes55,73,74. D'autres exemples incluent les lentilles de contact, les implants faciaux75,76,77,78. Enfin, les dispositifs qui présentent des déformations cycliques, en particulier, qui peuvent inclure des valves cardiaques prothétiques tricuspides79,80,81, des pompes péristaltiques extracorporelles (dialyse ou ECMO) et des articulations prothétiques des doigts82,83,84,85,86.

Des exemples de déformation soutenue comprennent des dispositifs tels que des cathéters, des tubes de dérivation ou de canule, qui sont déformés lors de l'insertion chirurgicale et restent pliés pendant leur utilisation. Par exemple, la déformation d'un cathéter CVC peut dépasser 90° pour accéder à la circulation sanguine veineuse centrale (et rester en place pendant des semaines), générant une contrainte de traction locale. Un autre exemple sont les cathéters urinaires de Foley qui comportent un ballon dilaté (pour le maintenir physiquement en place) et génèrent ainsi une contrainte de traction biaxiale importante sur la surface du ballon. Ces régions de tension peuvent donc avoir une probabilité plus élevée de formation de biofilm.

Les dispositifs chirurgicalement déformés peuvent inclure des cathéters, des canules de trachéotomie, des dispositifs de diagnostic tels que des endoscopes ou des bronchoscopes, et des dispositifs implantés tels que des implants mammaires prothétiques. La déformation chirurgicale pourrait potentiellement ouvrir des microfissures lorsqu'elle est exposée à la microflore cutanée et aux mains contaminées, transportant ces agents pathogènes dans le corps. Les endoscopes comportent souvent des gaines en élastomère et subissent des contraintes élevées (degré de courbure) dans les zones à très haute densité microbienne du tractus gastro-intestinal. Comme indiqué ci-dessous, la transmission de maladies infectieuses n'est pas rare, malgré une désinfection standard. Nous suggérons que les zones de déformation en traction, piégeant les bactéries, pourraient en être la cause. Certains dispositifs implantés, tels que les implants mammaires en silicone, subissent de fortes déformations lors de la chirurgie mini-invasive, obtenues en comprimant les implants dans des incisions courbes placées autour de l'aréole66,67. Grâce à la compression manuelle et assistée par l'outil de ces implants à la moitié de leur diamètre initial, des contraintes locales importantes et des dommages abrasifs peuvent être subis par l'implant66. Il y a eu des problèmes cliniques importants et des controverses associées aux implants mammaires en silicone (inflammation, contraction et échec), en particulier dans les années 1990 (entraînant une interdiction temporaire de la FDA), qui ont été attribuées en partie à une infection bactérienne68. Les causes profondes n'ont pas pu être attribuées au matériau seul, ce qui a conduit à leur réapprobation. Sur la base de nos résultats expérimentaux, nous supposons que la génération et l'ouverture de microfissures de surface lors de l'insertion chirurgicale, contaminées par la microflore cutanée, peuvent avoir été (et continuent d'être) un facteur contribuant aux complications de l'infection.

Des déformations cycliques se produisent dans des dispositifs tels que les prothèses valvulaires cardiaques. A titre d'exemple d'élastomères biologiques, les valvules cardiaques prothétiques en tissu bovin et porcin supportent de grandes contraintes lors de l'utilisation. Alors que les tissus humains natifs présentent une souche à l'échec de 18 à 29 %, les valves porcines et bovines subissent respectivement 48 à 70 % et 87 à 120 % de souche à l'échec87. Nous suggérons que ce mécanisme nouvellement reconnu pour la colonisation microbienne associée à la déformation peut être un facteur contributif de l'endocardite sur prothèse valvulaire (PVE). Enfin, la déformation cyclique des élastomères peut également se produire dans les dispositifs extracorporels, tels que les pompes péristaltiques avec dialyse ou les systèmes ECMO, lors de la compression locale des tubulures en silicone.

Une préoccupation supplémentaire concerne les dispositifs médicaux qui sont réutilisés ou réutilisés, tels que les endoscopes, les duodénoscopes et les bronchoscopes. La transmission de maladies infectieuses entre patients reste une préoccupation, malgré les protocoles de désinfection standard, pour les souches bactériennes multirésistantes de K. pneumonia, E. coli et Enterococci73,74,88,89,90,91. De même, il a été démontré que les endoscopes qui sont également retraités par des étapes de nettoyage comprenant un essuyage manuel sont endommagés (fissures de surface, rayures) et peuvent rester contaminés53,55,56,92. La désinfection de l'endoscope consiste souvent à enrouler le dispositif, en mettant les surfaces des rayons internes en compression. Bien que spéculatifs, nous émettons l'hypothèse que les microbes pourraient être piégés dans ces environnements de microfissures fermés et refermés, et potentiellement protégés de la désinfection en conséquence.

Les élastomères et les matériaux thermoplastiques sont d'excellents candidats pour les dispositifs médicaux d'un point de vue mécanique et chimique, comme en témoigne leur prévalence accrue dans la conception des dispositifs médicaux. Cependant, l'infection associée au dispositif reste un problème persistant dans les soins de santé. Notre travail montre que, ironiquement, la limite de déformation élastique très élevée de ces matériaux peut également contribuer à ce mécanisme de colonisation microbienne. Notre travail vise à définir pour la première fois de nouvelles classifications des déformations des dispositifs médicaux. Chaque type de déformation peut permettre à ces sites de dommages superficiels d'être « activés » pour augmenter la sensibilité aux infections. Ce travail peut nous permettre de mieux comprendre comment et où ces infections se produisent, cliniquement.

La résine PDMS et l'agent de réticulation (Dow Sylgard 184) ont été mélangés à un rapport pondéral de 10:1. Le PDMS a été dégazé sous vide (étuve à vide VWR) à température ambiante pendant 30 min. 25 g de PDMS ont été versés dans une boîte de Pétri de 100 mm (VWR) et durcis à 60 ° C pendant 24 h. Les bandes de PDMS ont été coupées à 34,8 mm de long sur 6 mm de large (non pliées) ou à 36,3 mm de long sur 6 mm de large (pliées) pour s'adapter à une plaque standard à 6 puits (VWR). L'abrasion de la surface de l'élastomère a été effectuée en essuyant 50 fois des rotations complètes de 360° avec un tissu Kim-wipe dans la direction parallèle à l'axe de flexion. Les fissures de surface à motifs ont été générées par « gaufrage à la presse » (EVG 520 Hot Embosser semi-automatisé) une topographie en dents de scie (pas de 30 µm) contre du PDMS nouvellement coulé. Tous les échantillons de PDMS ont été nettoyés par rinçage dans de l'eau DI et de l'éthanol séquentiellement, 5X.

Les conditions standard ont été suivies pour préparer les cultures bactériennes. Une préculture de Pseudomonas aeruginosa PAO1 a été préparée en obtenant une seule colonie à partir d'une plaque de milieu de gélose lysogène cultivée pendant la nuit incubée à 37 ° C pendant la nuit. Cette colonie a été inoculée dans 5 ml de LB et incubée pendant une nuit à 37 ° C sous agitation constante. La suspension bactérienne a été préparée en ajoutant 1 % de la préculture au bouillon LB sans sel. 10 ml de la suspension bactérienne ont été pipetés dans les plaques à 6 puits avec les échantillons de PDMS et incubés pendant 4 h à 25 ° C en culture statique. Les échantillons de PDMS ont ensuite été rincés trois fois dans 10 ml de tampon PBS 1X, puis immergés dans une solution saline à 1% de GDA (Sigma Aldrich) (10 ml) pendant 20 min. Après fixation, les sections PDMS ont été immergées dans un Tween-20 à 0, 05% (Sigma Aldrich) dans une solution saline pendant 20 min et colorées pendant 30 min à l'aide d'un 50 μL Sytox Green (Life Technologies) dans un tampon PBS 1X pipeté sur chaque côté contaminé du PDMS. Le PDMS a été imagé par microscopie à fluorescence (Olympus BX63, Japon) à l'aide d'objectifs à air 20X et 50X et d'un filtre GPF (λex/λem 395/470 nm). L'analyse d'image, le filtrage d'image et le comptage des cellules ont été effectués avec le logiciel d'imagerie Olympus cellSens.

Les cartes de rugosité de surface et de topographie ont été obtenues à l'aide d'un profilomètre optique tridimensionnel sans contact (Bruker Contour GT-K, Tucson, AZ, USA). Après avoir calibré le scanner du système, l'échantillon a été placé sur la platine du microscope et la caméra a été ajustée pour se concentrer sur la microstructure de surface en augmentant ou en abaissant l'axe z jusqu'à l'apparition puis la disparition de deux ensembles de franges. La mesure a ensuite été effectuée en utilisant le mode d'interférométrie à balayage vertical (VSI) et focalisée pour déterminer ses images supérieure, inférieure et supérieure à l'aide d'un objectif 20X. Les résultats sont affichés sous forme de tracé de contour 2D avec les tracés de section transversale dans les directions X et Y. Une analyse plus approfondie, à l'aide du logiciel Bruker Vision 64 Map Premium, a été effectuée pour corriger l'inclinaison de l'échantillon et extraire les paramètres de rugosité de surface ainsi que les profils de surface 2D et 3D.

Toutes les données seront mises à disposition par les auteurs sur demande, veuillez contacter D. van den Berg ([email protected]).

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Nous reconnaissons l'aide du Dr Lindsey Fiddes pour le séchage des points critiques et l'imagerie SEM, ainsi que l'aide du Centre de recherche et d'applications en technologies fluidiques (CRAFT) de l'Université de Toronto.

Fondation canadienne pour l'innovation (FCI) #31799 (BDH), Percy Edward Hart Professorship, University of Toronto (BDH), New Frontiers in Research Fund (NFRF) (BDH) et la Fondation Connaught (BDH).

Département de science et génie des matériaux, Université de Toronto, Toronto, Canada

Dalal Asker, Tarek S. Awad & Benjamin D. Hatton

Institut de génie biomédical, Université de Toronto, Toronto, Canada

Desmond van den Berg et Benjamin D. Hatton

Département des sciences et technologies alimentaires, Université d'Alexandrie, Alexandrie, Égypte

Demandeur Dalal

Physique et Mécanique des Milieux Hétérogènes, CNRS, ESPCI, PSL Research University, Sorbonne Université, Sorbonne Paris Cité, 75005, Paris, France

Nicolas Lavielle

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DVDB, DA, NL et TA ont réalisé des expériences. DVDB, DA, TA et BDH ont rédigé et révisé le manuscrit.

Correspondance à Benjamin D. Hatton.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

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Réimpressions et autorisations

van den Berg, D., Asker, D., Awad, TS et al. La déformation mécanique des dispositifs médicaux en élastomère peut permettre une colonisation microbienne de la surface. Sci Rep 13, 7691 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-34217-5

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Reçu : 13 octobre 2022

Accepté : 26 avril 2023

Publié: 11 mai 2023

DOI : https://doi.org/10.1038/s41598-023-34217-5

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